可視化生命分子動力學
理解復雜和/或快速的細胞動力學是探索生物過程的重要一步。因此，當今的生命科學研究越來越關注實時動態(tài)過程，如細胞遷移，細胞、器官或整個動物的形態(tài)變化以及活體標本的實時生理（例如細胞內(nèi)離子組分的變化）事件。解決這些挑戰(zhàn)性需求的一種方式是采用被統(tǒng)稱為活細胞成像的光學方法?；罴毎上窨裳芯炕罴毎膭討B(tài)過程，而非提供細胞當前狀態(tài)的“快照"——它把快照變成了電影?；罴毎上窨商峁﹩蝹€細胞、細胞網(wǎng)絡（原位）甚至整個生物體（體內(nèi)）中動態(tài)事件的空間和時間信息。這些特點讓活細胞成像成為解決細胞生物學、癌癥研究、發(fā)育生物學和神經(jīng)科學問題的必要技術。
近年來，電子學、光學和分子生物學都取得了重大進步，科學家們可以很容易地進行活細胞成像。

 
 
用于活細胞成像的方法
顯微技術在活細胞成像方面的應用也非常廣泛。通常，使用復合顯微鏡和對比方法（例如相差和微分干涉相差（DIC））隨著時間觀察細胞的生長，細胞聚集或細胞運動。此外，通常使用立體顯微鏡或宏觀鏡進行較大樣本（例如斑馬魚胚胎發(fā)育）的延時成像。在過去數(shù)十年中，先進熒光技術變得越來越重要。隨著共聚焦顯微鏡應用的迅速增加，生物研究的視角已由平面轉(zhuǎn)向三維。以下是一些常用技術的簡要概述。
 
離子成像——觀察離子濃度的變化
一種常用的方法是使用熒光染料或特別設計的蛋白質(zhì)來改變其在鈣結(jié)合時的發(fā)射行為的離子成像（鈣、氯、鎂）。這使得研究人員可以觀察到細胞離子濃度的動態(tài)變化。由于細胞胞質(zhì)溶膠中的離子組成決定了細胞的很多重要功能，如神經(jīng)元的興奮性、基因轉(zhuǎn)錄和細胞運動（僅舉幾例），細胞內(nèi)離子在空間和時間上的調(diào)節(jié)是生物學研究的主要興趣。此外，使用特殊的熒光染料可以對細胞內(nèi)的pH值或電壓進行成像。一種用來對離子水平、pH值或電壓變化進行成像的特殊技術是比率成像法。這些方法能夠精確確定細胞內(nèi)鈣濃度等信息，而非像非比率方法那樣監(jiān)測相對變化。
 
FRET – 量化蛋白質(zhì)-蛋白質(zhì)相互作用
要檢測動態(tài)蛋白質(zhì)相互作用，可以在活細胞實驗中對FRET（熒光共振能量轉(zhuǎn)移）和BRET（生物發(fā)光共振能量轉(zhuǎn)移）事件進行成像。FRET是量化分子動力學的有利工具，如蛋白質(zhì)-蛋白質(zhì)相互作用、蛋白質(zhì)-DNA相互作用和蛋白質(zhì)構(gòu)象變化等。FRET成像通常使用GFP（綠色熒光蛋白）的衍生物，尤其是CFP和YFP（分別為青色和黃色熒光蛋白），它們各自使用分子生物學方法連接到感興趣的目的蛋白質(zhì)上。然后用熒光激發(fā)CFP分子。一旦目的蛋白質(zhì)在空間上接近(<20 nm)，CFP將作為供體并以光的形式發(fā)射能量轉(zhuǎn)移給作為受體的YFP。研究人員將觀察到從CFP發(fā)出的藍色熒光轉(zhuǎn)變?yōu)閺腨FP發(fā)出的黃色熒光。使用BRET時，供體是生物發(fā)光分子（例如熒光素酶衍生物），與FRET一樣，GFP衍生物作為受體。

 
圖1：擬南芥的共聚焦活細胞圖像；內(nèi)質(zhì)網(wǎng)：GFP標記為綠色，自發(fā)熒光葉綠體為紅色，透射光為藍色?；谶@樣的圖像，可以完成FRET或FRAP等分析。
 
FRAP–監(jiān)測蛋白質(zhì)和囊泡轉(zhuǎn)運
光漂白后熒光恢復(FRAP)是一種常用的監(jiān)測蛋白質(zhì)或囊泡轉(zhuǎn)運的方法。熒光蛋白（通常是GFP）附著在目的蛋白質(zhì)上（即要監(jiān)測此蛋白質(zhì)的運動）。通常情況下，整個細胞最初發(fā)出熒光，因為整個細胞中可能含有豐富的蛋白質(zhì)。然后細胞的某個區(qū)域，通常是神經(jīng)元細胞中的細胞突起，如軸突或樹突，暴露在高強度的光下（通常是激光），該特定區(qū)域的熒光被破壞（漂白）。隨著目的蛋白質(zhì)的移動，來自細胞其他區(qū)域的蛋白質(zhì)會以一定的速度重新侵入漂白區(qū)域，然后漂白區(qū)域的熒光恢復。這能讓研究人員深入了解胞內(nèi)運輸動力學。
 
TIRF–觀察靠近細胞膜的生物進程
TIRF（全內(nèi)反射）顯微鏡是一種特殊技術，用于觀察位于或靠近細胞質(zhì)膜的事件。TIRF顯微鏡使用僅穿透細胞60-250 nm的瞬逝場進行熒光染料激發(fā)，可提供出色的z分辨率，從而能對質(zhì)膜中或附近發(fā)生的事件進行成像（例如分子運輸至質(zhì)膜），而不會被細胞內(nèi)分子發(fā)出的熒光所掩蓋。
 
TIRF圖像：靠近膜的Galectin-3（半乳糖凝集素3）囊泡沿肌動蛋白絲的運輸。

 
圖2A：落射熒光概覽圖像，

 
圖2B：TIRF概覽圖像，框選部分如C所示，

 
圖2C：TIRF截面的時間序列；時間以秒為單位?？拷ぃ^）的Galectin-3囊泡（用YFP標記）首先沿著肌動蛋白絲（從底部向上）運輸，轉(zhuǎn)移到另一條肌動蛋白絲（88秒），向左移動（109秒），再向右運輸，再次轉(zhuǎn)換肌動蛋白絲，然后向上運輸（246秒）。
YFP：紅色；CFP：綠色；概覽圖像的標尺：20 µm；截面：6 µm；TIRF穿透深度：110 nm。由德國馬爾堡大學的Ralf Jacob提供
 
光活化——監(jiān)測基因表達和蛋白質(zhì)轉(zhuǎn)運
最近開發(fā)的一種被稱為光活化的方法能夠選擇性地標記細胞或整個生物體內(nèi)的特定區(qū)域或感興趣區(qū)域。進行光活化時，使用專門設計的染料或熒光蛋白，如光活化綠色熒光蛋白(paGFP)或Kaede。這些熒光團在正常狀態(tài)下不發(fā)熒光。但在用特定波長的光照射后，它們可以像傳統(tǒng)熒光團一樣被激活，發(fā)出熒光。在很多情況下，將這些蛋白質(zhì)與某些目的蛋白質(zhì)進行基因融合，可以監(jiān)測其表達或轉(zhuǎn)運。然后可以應用FRAP或粒子跟蹤等方法來進一步研究目的蛋白質(zhì)。
 
MPE–深入研究進程
在細胞培養(yǎng)實驗中，現(xiàn)代生物學研究需要真正的體內(nèi)研究來補充“類似體內(nèi)"研究。但很難研究像老鼠這樣的生物體內(nèi)發(fā)生的過程。多光子激發(fā)(MPE)顯微鏡能夠更深入地穿透組織，因為與用于單光子激發(fā)的短波長光相比，近紅外激發(fā)光具有更長的波長，散射更少。MPE技術的非線性特性將光漂白和光毒性限制在焦點區(qū)域。這對長期研究非常有益，因為熒光蛋白和生物體都受到這些問題的困擾。據(jù)報告，使用合適的標本和顯微鏡設置，成像深度可以深入組織中數(shù)毫米。激發(fā)的精確定位使其也適用于光子操縱。該方法在神經(jīng)生物學中得到了廣泛的應用。
 
STED——納米級的細胞動力學研究
受激發(fā)射損耗(STED)顯微鏡使科學家能夠研究超出光學分辨率極限的結(jié)構(gòu)。該技術利用熒光染料的特性，受激發(fā)射，以消除可檢測的信號。目前已成功成像50-70 nm的細胞內(nèi)結(jié)構(gòu)。提高分辨率對于研究小的細胞內(nèi)結(jié)構(gòu)非常重要。尤其是對于想研究共定位事件的人來說，提高分辨率可以產(chǎn)生更真實的結(jié)果。與其他超分辨率技術相比，STED的隨機獨立性能夠?qū)崿F(xiàn)極為快速的成像。已實現(xiàn)視頻速率STED采集，可以實時研究細胞動力學。

 
圖3：使用snap-tag技術的STED活細胞成像：Vero細胞，結(jié)構(gòu)：EB3，瞬時轉(zhuǎn)染；標簽：Oregon Green 488。
 
FLIM–活細胞的空間測量
熒光壽命成像的優(yōu)點是數(shù)據(jù)不依賴于信號強度。因此不受光漂白和濃度變化等常見偽影的影響。使用時間相關的單光子計數(shù)，通過單分子檢測數(shù)據(jù)重建FLIM圖像?？梢杂涗浐头治鰜喖{秒熒光壽命的最小變化。該方法可用于研究導致熒光壽命改變的任何類型的細胞外和細胞內(nèi)環(huán)境改變?；贔LIM的FRET分析對發(fā)射強度不敏感，從而提高了定量數(shù)據(jù)的精度。
 
CARS和SRS – 使用振動對比的無標記方法
幾乎所有的活細胞熒光成像方法都基于熒光蛋白的基因表達。這涉及到大量的技術工作和高昂的費用。此外，外部基因的表達可能會改變微環(huán)境，從而導致數(shù)據(jù)與實際生理學情況的差異。相干反斯托克斯拉曼散射(CARS)顯微鏡和受激拉曼散射(SRS)顯微鏡是不依賴于熒光染料的非線性共聚焦方法。這些無標記方法可對樣品中特定化學鍵的振動狀態(tài)進行成像。生物體中特定化學鍵的積累，例如軸突周圍髓鞘中的脂質(zhì)，可以在無需染色的情況下以高分辨率和出色的信噪比質(zhì)量進行成像。
 
未來屬于定量分析
生物學研究已經(jīng)脫離了描述性研究的時代，進入了定量分析的時代。新的活細胞成像技術在空間和時間上都朝著分辨率更高的方向發(fā)展。目前的技術發(fā)展主要是在納米范圍內(nèi)對單個分子和短至幾皮秒的分子反應進行定量研究。